Precauções e Isolamento para o controle da disseminação de Microrganismos

Precauções e Isolamento para o controle da disseminação de Microrganismos

Logo IGESDF-03
Julival Ribeiro

Atualizado março - 2022

Introdução

A Organização Mundial da Saúde (OMS) declarou que a resistência antimicrobiana (RAM) está entre as dez maiores ameaças à saúde pública mundial. De acordo com o relatório da Coalizão Internacional de Autoridades Reguladoras de Medicamentos, estima-se que até 2050 a ineficiência dos antibióticos pode ser responsável pela morte de 10 milhões de pessoas. Além de um prejuízo econômico de 100 trilhões de dólares.

Em um contexto global, a resistência bacteriana possui implicações diretas na segurança do paciente. Prolonga sua estadia no hospital, aumenta as chances de readmissão hospitalar, do uso de antibióticos de espectro estendido e o risco de evoluir a óbito, principalmente devido à ausência de alternativas terapêuticas.

Ademais, o uso inapropriado e indiscriminado de antimicrobianos, seja em relação à dosagem de administração e ao tempo de terapêutica, tem sido considerado um dos fatores que mais contribui para a ocorrência da resistência bacteriana. Além dos antimicrobianos, é importante enfatizar a importância do ambiente, dos objetos e dos equipamentos que podem atuar como reservatórios potenciais para a transmissão cruzada de patógenos resistentes, em virtude da reduzida adesão da equipe multiprofissional à higienização das mãos e à desinfecção de superfícies e objetos. Diante da constatação da disseminação de microrganismos resistentes nas instituições de saúde, três pilares principais para sua prevenção e controle: melhoria da adesão à higienização das mãos, uso racional de antibióticos e melhoria da adesão às precauções padrão e isolamento.

Objetivos

Prevenir e controlar a disseminação de MDR; minimizar o risco de transmissão a outros pacientes, profissionais de saúde e visitantes.

Definição

Dependendo do padrão de resistência, as cepas podem ser classificadas em multirresistentes (MDR), extensivamente resistentes (XDR) ou panresistente (PDR). Bactérias (MDR) são resistentes a pelo menos um agente de no mínimo três classe de antimicrobianos. Os isolados XDR são resistentes a pelo menos um agente em todas, exceto a uma ou duas classes de antimicrobianos e isolados PDR são aqueles resistentes a todos os antimicrobianos de todas as classes testadas.

Agentes Infecciosos – MDR

Bacilos Gram-Negativos (BGN):
  1. Acinetobacter baumannii resistente aos carbapenêmicos (Imipenem, Meropenem, Ertapenem e Doripenem) e/ou às polimixinas (Polimixina B ou Colistina – Polimixina E).

  2. Pseudomonas aeruginosa resistente aos carbapenêmicos e/ou às polimixinas.

  3. Enterobacteriaceae (Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli, Enterobacter spp, Citrobacter freundiie Salmonella spp) resistente aos carbapenêmicos e/ou às Polimixinas ou Avibactam-Ceftazidime.

  4. Enterobacteriaceae (Proteus spp., Morganella spp., Providencia spp, Serratia spp) resistente aos carbapenêmicos.

Bactérias Gram-positivas:
  1. Staphylococcus aureus resistente à Oxacilina.

  2. Staphylococcus aureus resistente à Vancomicina/Teicoplanina (concentração inibitória mínima – CIM >2(mg/L); ou à Linezolida, ou à Daptomicina.

  3. Enterococcus faecium ou faecalis resistente à Vancomicina/Teicoplanina.

  4. Streptococcus pneumoniae resistente à Penicilina.

Bactérias anaeróbicas:
  1. Clostridioides (anteriormente Clostridium difficile).
Fungos:
  1. Candida auris.

Fungos:
  1. Candida auris.

Notas:

  • Polimixina B não tem atividade contra Proteus spp., Providencia spp, Morganella spp. e Serratia spp.

  • Enterobacteriaceae (Klebsiella pneumoniae, E. coli, Enterobacter spp, Proteus spp., Morganella spp., Providencia spp, Citrobacter freundii, Serratia spp e Salmonella scharzengrund) podem serresistentes aos carbapenêmicos por dois mecanismos: primeiro, produção de betalactamase de amplo espectro (carbapenemase) codificada por gene que se encontra em plasmídeo (tipos de carbapenemases KPC, NDM, VIM, OXA-48, IMP);segundo, combinação da produção de betalactamase amplo espectro (ESBL ou AmpC) associada com a perda de proteína de membrana externa (porinas).

  • Klebsiella pneumoniae resistente a Ceftazidima/Avibactam (mutação no gene blaKPC(KPC2).

A resistência às polimixinas, entre as enterobactérias, na grande maioria, ocorre devido a mutações cromossômicas da estrutura da membrana externa bacteriana, principalmente no lipossacarídeo (LPS). Entretanto, foi descoberto outro mecanismo de resistência à polimixina mediada por gene de localização plasmidial. O gene designado por mcr-1 (mobile colistin resistance), codifica a enzima fosfoetanolamina transferase – pEtN, capaz de transferir pEtN para o lipossacarídeo. Pode se disseminar nas enterobactérias por transferência horizontal. O gene mcr-1 já foi detectado em E. coli, K. pneumoniae, Enterobacter cloacae, Enterobacter aerogenes, Salmonella spp. e Shigella sonnei. No Brasil, um isolado de E. coli e Klebsiella pneumoniae foi detectado com a presença do gene mcr-1 obtido de amostras clínicas. Para a prevenção da resistência à colistina, nas enterobactérias, deve-se minimizar o uso de polimixina, promover vigilância ativa e medidas de prevenção e controle de infecção.

Há três grandes classes de carbapenemases:

  1. Metalo betalactamases: IMP, VIM, NDM (mais frequente nas enterobactérias) e SPM na Pseudomonas aeruginosa;

  2. Serinas betalactamases: KPC, SME, IMI, GES (enterobactérias, raros casos em P. aeruginosa);

  3. OXA-carbapenemases: enterobactérias (OXA-48) e Acinetobacter sp. (OXA-23).

Clostridioides difficile é a causa mais comum de diarreia infecciosa associada à assistência à saúde no mundo desenvolvido. A principal via de transmissão é fecal-oral.

Candida auris: trata-se de uma levedura emergente, multirresistentes às três principais classes de fármacos antifúngicos (azois, equinocandinas e polienos) e causadora de surtos por infecções associadas aos cuidados de saúde).

Modo de Transmissão:

O sucesso do controle de MDR é baseado na combinação de intervenções: pesquisa em pacientes de alto risco portador de MDR, rigorosa aderência à higiene das mãos, o uso apropriado de equipamentos de proteção individual (EPI), implementação das precauções na proteção, limpeza e desinfecção dos equipamentos usados no cuidado do paciente;

  • A transmissão por contato é o mais importante e frequente modo de transmissão da disseminação dos MDR.

  • Profissionais de saúde com as mãos colonizadas são o fator de risco mais significante de transmissão;

  • Superfícies e equipamentos podem se tornar reservatórios e contribuir para disseminação no ambiente hospitalar;

  • Transmissão por gotículas de MDR pode ocorrer quando o paciente tem infecção de trato respiratório onde o MDR é o organismo causador da infecção.

Implementação e Rastreamento de Pacientes com MDR.

Os microrganismos multirresistentes são introduzidos nos hospitais de duas formas:

  1. Através de pacientes colonizados ou infectados;
  2. Devido à pressão seletiva ocasionada pelo uso de antibióticos.

Os pacientes deverão ser rastreados nas seguintes condições:

  • Pacientes que tiveram hospitalização prévia nos últimos 06 meses, vindos de outras unidades hospitalares do DF, sobretudo que tenham fatores de riscos para aquisição de MDR (procedimentos invasivos, passagem por UTIs, uso de dispositivos invasivos, diálise, pacientes onco-hematológicos e imunocomprometidos).

  • Uso de antimicrobianos nos últimos três meses.

  • Prévia admissão de pacientes proveniente de serviços do tipo “Home Care”;

  • Clínicas Geriátricas;

  • Centros de Reabilitação;

  • Serviços de Hemodiálise;

  • Pacientes transferidos de outros estados;

  • Pacientes sabidamente colonizados/infectados proveniente de outra instituição;

  • Pacientes colonizados/infectados que já foram admitidos no Hospital de Base do Distrito Federal.

  • Em relação a pacientes que desenvolveram resistência para ceftazidime/avibactam – o tempo de exposição ao antibiótico anterior e à identificação da resistência variaram de 7 a 54 dias. Entre os pacientes nos quais surgiu resistência, mais da metade eram receptores de transplante de órgãos sólidos e todos tinham infecções profundos por ERC, incluindo infecções intra-abdominais e pneumonia. Pacientes com terapia renal substitutiva (TRS) durante seu curso de tratamento, foi identificado como um fator de risco para o surgimento de resistência a ceftazidima-avibactam.

Culturas de Vigilância Ativa do Paciente

A cultura de vigilância ativa de pacientes com maior risco de estarem colonizados é uma das estratégias que podem ser adotadas pela instituição para evitar a disseminação desses agentes dentro do serviço.

Rotineiramente será pesquisada no paciente ao ser admitido tanto no setor de emergência como nas enfermarias. Nas unidades onde a transmissão tenha sido estabelecida, realizar semanalmente cultura de vigilância ativa de acordo com microrganismo, para se detectar aquisição de novos casos de transmissão entre pacientes na unidade específica. A frequência da pesquisa irá depender da taxa de transmissão e a duração do paciente internado na unidade específica.

Os seguintes sítios serão pesquisados:
  • Nasal – Realizar pesquisa nasal de S. aureus – usar um swab umedecido em solução salina estéril e esfregar na parede anterior de uma narina e depois na outra narina por 10-15 segundos. Colocar o swab no meio de transporte e enviar ao laboratório;

  • Retal – passar a ponta de um swab estéril aproximadamente 1 a 2 cm além do esfíncter anal. Girar o swab cuidadosamente para coletar amostra das criptas anais. Retirar o swab, observar se há material fecal visível, colocá-lo no meio de transporte e enviá-lo para o laboratório. Pode ser colhida amostra de fezes como segunda opção.

  • Paciente com ferida operatória apresentando hiperemia e secreção, coletar swab. Colocar o swab no meio de transporte e enviá-lo para o laboratório;

  • Paciente com feridas de pele secretivas, coletar material, colocá-lo no meio de transporte e enviá-lo para laboratório;

  • Caso o paciente esteja entubado, coletar material por aspiração traqueal;

  • Caso o paciente esteja com óstio traqueal, coletar material, colocá-lo no meio de transporte e enviá-lo para laboratório;

  • Passar o swab na pele em torno do sítio de inserção do cateter vascular central.

  • Se paciente sondado com sonda vesical – colher urina e enviá-la para o laboratório.

  • A pesquisa de C. difficile ou toxinas deve ser direcionada para pacientes de alto risco que tenham diarreia clinicamente significativa que não seja explicada por outra causa. Colher 5,0 g de fezes diretamente em frasco estéril. Não precisa de preparo. Não manipular a amostra. A amostra pode permanecer até três dias refrigerada.

  • Pesquisar colonização por C. auris – passar swab na axila e virilha bilateral do paciente. Os dados disponíveis sugerem que esses locais são mais comuns e consistentes de estar colonizados. Embora tenham sido encontrados pacientes colonizados com C. auris no nariz, boca, canal auditivo externo, urina, feridas e reto, esses locais são geralmente menos sensíveis para a triagem na busca de colonização.

  • Encaminhar o material coletado ao laboratório, o mais rápido possível, com solicitação específica para pesquisa de MDR (MRSA, VRE, enterobactérias multirresistentes, fungos), informando que se trata de cultura de vigilância ativa.

Culturas de Vigilância Ativa do Paciente

O laboratório deverá comunicar imediatamente através de e-mail, após os resultados das culturas positivas para MDR, tanto para NUCIH quanto para as unidades de internação, terapias intensivas e emergência. O setor, ciente do resultado, irá aplicar as medidas de precaução e isolamento.

Precauções Padrão

Devem ser aplicadas no atendimento de todos os pacientes, independentemente do diagnóstico do indivíduo, na presença de risco de contato com sangue, fluídos corpóreos, secreções, excreções (com exceção do suor), pele não íntegra e mucosa.

Descrição do Procedimento:

Precaução Padrão

É considerada a base para a prevenção de transmissão de doenças. Devem ser empregadas para todos os pacientes independentemente do diagnóstico, sempre que houver risco de contaminação com sangue ou fluidos corporais, mesmo que não estejam visivelmente perceptíveis e se houver contato com pele não íntegra ou mucosas do paciente.

  • Higienização das mãos: antes e após contato com paciente, após contato com sangue, outros líquidos orgânicos, e itens contaminados. Após a retirada de luvas, entre paciente e outro e no mesmo paciente, caso haja risco de contaminação cruzada entre diferentes sítios anatômicos.

  • Luvas: usar luvas limpas quando houver possibilidade de contato com sangue e outros fluídos. Trocar luvas entre procedimentos. Retirar as luvas após o uso e lavar as mãos OBRIGATORIAMENTE.

  • Máscara e óculos de proteção: recomendados para proteção individual durante procedimentos que envolvam riscos de respingos de gotículas.

  • Avental: limpo para proteção individual sempre que houver risco de contaminação com sangue ou líquidos orgânicos. Quando houver sujidade visível, retirar o avental o mais rápido possível e lavar as mãos.

  • Sapato: de acordo com a NR 32 do Ministério do Trabalho recomenda-se ouso de sapatos fechados na assistência à saúde.

  • Artigos e equipamentos de assistência ao paciente: realizar limpeza, desinfecção ou esterilização, de acordo com a classificação do artigo, após o uso e entre pacientes.

  • Ambiente: seguir os procedimentos de rotina para adequada limpeza e descontaminação das superfícies ambientais. Realizar a limpeza concorrente nas áreas próximas ao paciente e frequentemente tocadas como: bomba de infusão, grade da cama, mesa de cabeceira, suporte de soro, plugs de tomadas de luz, entre outros. Empregar o produto de limpeza padronizado pela NUCIH no mínimo 3 (três) vezes ao dia nas UTI’s e nas outras unidades de internação a cada 12 horas e sempre que necessário.

  • Roupas: ensacar as roupas usadas e contaminadas com material biológico (sangue, líquidos orgânicos e excreções) de forma a prevenir exposição.

  • Material perfurocortantes: manusear com cuidado os materiais perfurocortantes, não reencapar, não entortar, não quebrar e não manipular agulhas usadas. Proceder o descarte adequado em recipientes próprios, seguir adequadamente as orientações para montagem e preenchimento destes recipientes. Não ultrapassando o limite indicado do recipiente.

  • Quarto privativo: indicado conforme orientação do NUCIH e nos casos em que o paciente não tem controle das eliminações de fezes ou urina.

  • Higiene respiratória/ Etiqueta da tosse: orientar os pacientes sintomáticos a cobri a boca e nariz ao espirrar e tossir e higienizar as mãos após contato com as secreções respiratórias. Conter secreções respiratórias especialmente durante surtos sazonais de infecção virais do trato respiratório.

Precauções Específicas

Designadas para pacientes suspeitos ou sabidamente infectados, ou colonizados por patógenos transmissíveis e de importância epidemiológica. Deve-se sempre associar as precauções padrão. A disseminação de infecção dentro do hospital depende de três elementos: uma fonte de microrganismo infectante, um hospedeiro suscetível e um meio de transmissão de microrganismo. A transmissão ocorre principalmente por:

  • Contato Direto- com a superfície corporal, com transferência do microrganismo entre o paciente infectado ou colonizado e o indivíduo suscetível. Na transmissão por contato direto os profissionais de saúde, com as mãos colonizadas é o fator de risco mais significante de transmissão Exemplos: disseminação de microrganismos multirresistentes.

  • Contato Indireto– através da transferência do microrganismo de um objeto contaminado para um indivíduo suscetível. Na transmissão indireta as superfícies e equipamentos contaminados podem se tornar reservatórios e contribuir para disseminação no ambiente hospitalar. Exemplos: Uso comum de termômetro, esfigmomanômetro e estetoscópio, sem desinfecção, entre pacientes.

  • Precaução respiratória por gotículas: a transmissão ocorre pela deposição destas gotículas em mucosa nasal ou oral, através de um contato muito próximo (1 metro) entre a fonte de infecção e o indivíduo suscetível. Essas partículas se depositam em superfícies e não alcançam grandes distancias. Quarto privativo. Quando não houver disponibilidade de quarto privativo, o paciente pode ser internado com outros infectados pelo mesmo microrganismo. A distância mínima entre dois leitos deve ser de um metro. O transporte do paciente deve ser evitado, mas, quando necessário, ele deverá usar máscara cirúrgica durante toda sua permanência fora do quarto. Exemplos de doenças com transmissão por gotículas são Meningococcemia, Caxumba, Rubéola, Influenza, COVID-19.

  • Precaução respiratória por aerossóis- são partículas menores do que as gotículas, capazes de permanecer em suspensão no ar por períodos prolongados, podendo ser inaladas por um hospedeiro suscetível. Pacientes em precaução por aerossóis devem permanecer em leitos de isolamento respiratório com filtros HEPA, que devem ficar ligados continuamente, e pressão negativa. Quando isso não é possível, uma alternativa é a internação em quartos privativos com em que há possibilidade de manter as janelas abertas. Exemplos de doenças com transmissão por aerossóis são tuberculose pulmonar ou laríngea, sarampo, varicela, Herpes Zoster localizado em pacientes imunodeprimidos ou Herpes Zoster disseminado (acometendo dois ou mais dermátomos).

As precauções específicas podem ser combinadas caso a doença apresente diversas vias de transmissão.

Profissionais Envolvidos:

Segundo estudo, pacientes estão mais propensos a insatisfação quando em precauções de isolamento em comparação aos que não estão em precauções de isolamento. Dessa forma, é crucial educar, conscientizar e sensibilizar pacientes, familiares e profissionais de saúde para que seja bem sucedida a implementação dessa medida.

Antes de colocação do paciente em precauções de contato, é responsabilidade do (a) supervisor de enfermagem da unidade e o médico assistente do paciente, orientar o paciente e familiares, a fim de se evitar questionamentos éticos a posteriori. Anotar a medida adotada no prontuário quanto a orientação que foi aplicada ao paciente e familiares.

O NUCIH, em horário de funcionamento (de segunda a sexta – feira das 07:00 às 18:00), irá observar como estão sendo adotadas de acordo com o tipo de precaução recomendada.

Precauções de Contato

Indicadas para os casos confirmados de infecção ou suspeita de infecção ou contaminação por agentes infecciosos epidemiologicamente importantes passíveis de transmissão por contato direto e indireto e nos casos de infecção ou colonização por microrganismos multirresistentes.

Internação do paciente: manter o paciente preferencialmente em quarto privativo. Na porta deverá conter claramente as instruções sobre o tipo de precauções. Suprimentos (luvas, avental, álcool gel a 70%) devem estar disponíveis fora do quarto do paciente para facilitar a adesão pelos profissionais de saúde.

Quando o quarto privativo não estiver disponível, pode-se optar por agrupar pacientes com indicação de precaução pelo mesmo microrganismo (coorte). Nesse caso, manter a distância mínima entre leitos de 1 metro e a equipe multidisciplinar realizar troca dos EPIs entre os atendimentos dos pacientes.

Nota: Não isolar na mesma coorte pacientes com Bactérias Multidroga Resistentes (MDR) sendo um portador de carbapenemase tipo KPC e outro paciente com carbapenemase tipo NDM (exceto, que o hospital não tenha espaço e resolva fazer a coorte de pacientes colonizados por carbapenemases versus não colonizados).

  • Na indisponibilidade de quartos privativo, priorizar as coortes na seguinte ordem deprioridade em relação aos MDR: Candida auris, Enterobacteriaceae resistente aos Carbapenêmicos e/ou às Polimixinas ou Avibactam-Ceftazidima; Enterococcus faecium ou faecalis resistente à vancomicina/teicoplanina; Staphylococcus aureus resistente à vancomicina/teicoplanina ou à Linezolida, ou à Daptomicina; Acinetobacter spp resistente aos carbapenêmicos e /ou às Polimixinas; Pseudomonas aeruginosa resistente aos carbapenêmicos e /ou às Polimixinas; Staphylococcus aureus resistente à Oxacilina e Clostridioides difficile.

  • Higienização das mãos: deve-se enfatizar a importância desta ação. Utilizar antisséptico como álcool-gel a 70% ou soluções degermante de Clorexidina a 2%.

  • Luvas: Higienizar as mãos, certifique-se que suas mãos estejam limpas e secas antes de calçar as luvas, não estéreis, ao entrar no quarto e durante o tempo de atendimento. Trocaras luvas após contato com material biológico. Retirar as luvas antes de deixar o quarto e ao higienizar as mãos.

  • Avental: usar avental limpo, não necessariamente estéril, ao entrar no quarto e retirá-lo antes de deixar o quarto. Obrigatório na possibilidade de contato direto com paciente ou na possibilidade de contato com área ou material infectante.

  • Equipamentos de cuidado do paciente: Os equipamentos (estetoscópio, esfigmomanômetro e termômetro) devem ser dedicados a um único paciente, quando possível, a fim de se evitar a transferência de patógenos por meio de fômites. Caso não seja possível, deve ser limpo e desinfetado com álcool gel a 70%, entre os pacientes.

  • Superfícies ambientais: com os quais o paciente teve contato, devem ser desinfectadas com o produto de limpeza padronizado pelo NUCIH. Para Clostridioides difficile e C. auris recomenda-se o uso de hipoclorito de sódio.

  • Culturas de vigilância de ambiente: as culturas de vigilância em ambiente somente devem ser realizadas em situações de surtos hospitalares visando identificar potenciais focos de disseminação ambiental. Em situações de surto, os fatores de risco comuns aos pacientes devem ser pesquisados e, nesse caso, culturas de superfícies e/ou equipamentos devem ser realizadas.

  • Visitas: restritas e devidamente orientada pela enfermagem. O visitante será orientado quanto à higiene das mãos antes e após o contato com o paciente. Não permitir que estas pessoas visitem outros pacientes. Não é necessário o uso de luvas e avental pelo visitante.

  • Transporte do paciente: deve ser limitado. Proteger lesões com curativos. O profissional da saúde que transportar o paciente deve usar luvas e avental. Realizar desinfecção da maca ou da cadeira de transporte, com o produto de limpeza padronizado pelo NUCIH.

  • Banho de Clorexidina: O banho diário com a Clorexidina Degermante a 2% tem sido proposto principalmente em UTI’s para prevenção de colonização por MDR nos pacientes internados e com isso diminuir a aquisição das Infecções Relacionadas aos Serviços de Saúde. A recomendação dessa medida vai depender do tipo da epidemiologia, da densidade de incidência dos casos de MDR e da taxa de colonização na unidade. Além da UTI, vem se empregando o banho nas unidades onco-hematológicas e de transplantes. Não há consenso na literatura em relação ao banho diário com a Clorexidina para prevenir MDR.

É importante seguir a técnica de aplicação do banho com de Gluconato de Clorexidina com base degermante a 4%, descrita abaixo:

  • Perguntar ao paciente se possui alergia a esse produto. Em caso de pacientes alérgicos, não realizar o banho;

  • Realizar banho com água morna;

  • Lavar os cabelos com água morna;

  • Caso o paciente, use sabão ou xampu regular, deve-se certificar que o sabão ou xampu usados foram removidos completamente, pois o Gluconato Clorexidina degermante a 4% é inativado por sabonetes e xampus;

Uso do antisséptico:

– Não aplicar em face, olhos, boca, nariz e ouvidos;

– Após tomar o banho, desligar o chuveiro e aplicar com as mãos a solução de 100 ml de Gluconato de Clorexidina degermante a 4%, do pescoço para baixo, sobretudo na região a ser operada, nas axilas, pregas mamárias, regiões inguinais, órgãos genitais e região anal;

– Deixar secar a espuma por 2 minutos antes de enxaguar;

– Não utilizar esponja para aplicação da Clorexidina;

– Não utilizar desodorante, creme e algum tipo de pó ou loção, pois inativa a Clorexidina;

– Utilizar roupas e toalhas limpas após o banho com Clorexidina.

ATENÇÃO

Em caso de pacientes com mobilidade reduzida, pode ser usado o lenço umedecido composto por Gluconato de Clorexidina degermante a 2%.

A Clorexidina apresenta um importante efeito cumulativo de modo que sua ação antimicrobiana aumenta com seu uso periódico.

Ao aplicar o produto sobre a pele e ocorrer alguma reação alérgica, deve-se suspender imediatamente e procurar orientação médica.

Evitar áreas de lesões, onde há exposição de tecidos e peles não integras.

Nota: Prevenção dos efeitos psicológicos do isolamento – o paciente isolado pode sofrer de efeitos psicológicos negativos. As seguintes intervenções podem ajudar a prevenir essa situação: informar ao paciente sobre o que significa MDR e a razão para essa medida; o paciente pode se comunicar efetivamente com o médico ou enfermeira para esclarecer outras dúvidas quando desejar; o paciente pode receber visitas de familiares e a porta do seu quarto pode permanecer aberta na precaução de contato; o paciente pode utilizar o aparelho móvel para manter contato com familiares.

Nota: A eficácia do isolamento e precauções de contato é difícil de avaliar devido à grande variação nos componentes das medidas específicas e níveis mistos de implementação. Ressalta-se, que devido a falta de fortes evidências científicas na literatura para suportar essa recomendação, o uso de isolamento e precauções de contato são aceitas, tendo como finalidade a interrupção da cadeia de transmissão e assim prevenir uma parte de IRAS.

VII. Duração das Precauções de Contato:

Estudo da Society for Healthcare Epidemiology of America (SHEA) juntamente coma Association for Professionals in Infection Control and Epidemiology (APIC), a Society of Hospital Medicine (SHM) e da Association of Medical Microbiology (AMMI)e a Infectious Disease of Canada, publicado em fevereiro 2018 pela revista Infection Control & Hospital Epidemiology, onde foramestudados os seguintes microrganismos: S. aureus resistente a meticilina (MRSA), Enterococo resistente à vancomicina (VRE), enterobactérias multidroga resistentes, incluindo cepas resistentes a carbapenêmicos e produtoras de betalactamases de espectro estendido (ESBL). As principais recomendações desta revisão foram:

  • S. aureus resistente a meticilina (MRSA) – manter as precauções de contato durante a terapia antimicrobiana, até a obtenção de três culturas semanais sucessivas da porção anterior das narinas com resultado negativo. A mediana do tempo de colonização é de 7 a 9 meses, mas alguns pacientes podem ficar até 3 anos. A extensão das precauções de contato pode ser justificada para pacientes com lesões cutâneas crônicas, infecção respiratória por MRSA ou outras evidências que impliquem em risco de transmissão contínua.

  • Enterococo resistente à vancomicina (VRE) ou teicoplanina – A pesquisa de portadores deve ser realizada por swab retal ou cultura das fezes. Manter precauções de contato até que tenhamos de uma a três culturas (semanais) negativas (paciente sem uso de antibiótico). A média do tempo de colonização é de 49 dias, podendo variar de 1 a 43 semanas. A extensão das precauções de contato pode ser justificada para pacientes cujo o tempo de colonização costuma ser mais prolongado. São exemplos desta situação:internação prolongada ou em UTI; pacientes imunossuprimidos (tendência a recorrência); uso de antibiótico de amplo espectro (sem atividade para VRE);transplantados de medula ou neutropênicos; unidade de queimados e em instituições com alta taxa de VRE.

  • Enterobacteriaceae resistente a carbapenêmicos:a pesquisa de portadores deve ser realizada por swab retal ou coprocultura e as precauções de contato devem ser mantidas indefinitivamente. A média do tempo de colonização é de 11,9 semanas, oscilando de 7,7 a 19,3 semanas.

  • Clostridioides difficile: após a confirmação de pacientes infectados pelo Clostridioides difficile, o isolamento e as precauções de contatodevem ser mantidas por pelo menos 48 horas após a resolução da diarréia. Os portadores colonizados assintomáticos representam um reservatório para transmissão e aquisição de C. difficile em potencial, porém não há consenso na literatura para recomendar precauções específicas.

  • Acinetobacter baumannii: resistente aos carbapenêmicos e/ou às Polimixinas, a pesquisa de portadores deve ser realizada na orofaringe, axilas, região inguinal, retal e swab de ferida. As precauções de contato devem ser mantidas indefinitivamente.

Nota: Swab retal – a flora intestinal é o principal reservatório de bacilos Gram negativos (exceto para o Acinetobacter spp). Não há consenso sobre qual o melhor sítio para se pesquisar portadores de Acinetobacter spp.

  • Pseudomonas aeruginosa: resistente aos carbapenêmicos e/ou às Polimixinas, a pesquisa de portadores deve ser realizada por swab retal. As precauções de contato devem ser mantidas indefinitivamente.

Nota: P. aeruginosa resistente para carbapenêmicos, mas susceptível a outros antibióticos betalactâmicos (ceftazidima, cefepime, piperacilina/tazobactam) pode se assumir que não há produçãode carbapenemase e não é necessário adotar precaução de contato.

Uso Racional de Antimicrobianos:

O uso racional da terapia antimicrobiana representa a pedra angular de qualquer programa de prevenção e controle de infecção e implica em uma abordagem multidisciplinar.

A implementação adequada de um programa sobre o uso racional de antimicrobianos deve apresentar dados sobre a resistência específica de cada hospital, por unidade e população de pacientes, além das questões gerais de resistência antimicrobiana. A responsabilidade depende dos médicos e farmacêuticos clínicos.

As atividades educativas, tanto sob aspectos clínicos quanto administrativos são parte integrantes do programa.

A auditoria em tempo real ajuda a otimizar a terapia. Ao mesmo tempo, o feedback construtivo e específico, por especialidade, das terapias antimicrobianas, é essencial.

O uso racional do antimicrobiano passa pela seleção do agente antimicrobiano apropriado, a via de administração, a dose e a duração, para proporcionar benefício clínico máximo e minimizar consequências não intencionais como a seleção de MDR, efeitos adversos e aumento dos custos.

Princípios de atuação na prática clínica:

  • Tratamento empírico orientado pelo protocolo institucional, que é feito com base na epidemiologia local;

  • Isolado o patógeno, ajustar a terapêutica ao patógeno;

  • Seguir os “4 Ds” – droga correta, dose correta, duração correta e descalonamento;

  • Quando possível implementar a terapia sequencial de EV para VO.

Situações de Surto:

Definição: um surto é uma situação epidêmica limitada a um espaço localizado que representa um aumento não esperado na incidência de uma doença. Nos casos de infecção relacionado à assistência à saúde, o surto é um aumento não esperado de casos de uma infecção conhecida ou a emergência de casos de um novo MDR. Os surtos podem envolver casos de infecção ou colonização.

Etapas da investigação epidemiológica:

  1. Estabelecer uma definição de caso;

  2. Verificar o diagnóstico e confirmar a ocorrência de casos;

  3. Verificar a existência de surto/epidemia;

  4. Definir o objetivo da investigação;

  5. Analisar os dados disponíveis segundo as características do tempo, espaço e pessoa;

  6. Desenvolver hipóteses;

  7. Testar hipóteses;

  8. Avaliar e implementar medidas de prevenção e/ou controle;

  9. Comunicar a todos os interessados os resultados analisados;

  10. Monitorar a ocorrência de casos novos.

Epidemiologia no Controle de Bactérias Multirresistentes:

Para realizar a escolha do indicador, deve-se levar em consideração a prevalência de multirresistentes e disponibilidade de recursos humanos e de tecnologia da informação disponíveis.

O que eu quero medir?

  1. Colonização por MDR;

  2. Transmissão cruzada de MDR;

  3. Infecção por MDR.

Para quê?

  1. Avaliar as medidas de prevenção;

  2. Avaliar a adesão as medidas;

  3. Evitar / Controlar surtos;

  4. Modificar / intensificar medidas de controle.

Indicadores:

  1. Nº de bactérias produtoras de MDR na Unidade por 1000 paciente-dia X 1000.

  2. Nº de pacientes colonizados por bactérias MDR na Unidade por 1000 paciente-dia X 1000.

  3. Número de pacientes com MDR que foram seguidas as precauções de contato adequadamente por 1000 paciente-dia X 1000.

Em síntese, interromper a disseminação de microrganismos multirresistentes no ambiente hospitalar exige apoio da esfera administrativa e uma abordagem multimodal e multidisciplinar. As seguintes estratégias devem ser implementadas:

  1. Apoio administrativo;

  2. Identificação laboratorial;

  3. Quadro de lotação de profissionais suficientes;

  4. Suporte na tecnologia da informação;

  5. Vigilância ativa;

  6. Pesquisa de pacientes colonizados;

  7. Medidas de prevenção e controle de Infecção;

  8. Monitoramento e feedback pelo NUCIH para as Unidades, se as medidas estão sendo empregadas corretamente;

  9. Limpeza meticulosa do ambiente;

  10. Comunicar a transferência do paciente com MDR para asunidades intrahospitalar e quando transferidos para outras unidades de saúde;

  11. Usar racionalmente os antimicrobianos na prática clínica;

  12. Analisar os indicadores e reportar para as unidades;

  13. Participação no comitê regional para discutir medidas para prevenir a disseminação de MDR;

  14. Reportar todos os casos de MDR solicitados pelos órgãos de regulação.

Referências

  1. Siegel JD et al. Health Care Infection Control Practices Advisory Committee. 2007.Guideline for Isolation Precautions:Preventing Transmission of Infectious Agents in Health Care Settings. Am J Infect Control. 2007 Dec;35(10 Suppl 2): S65-164.Last update: July 2019.https://www.cdc.gov/infectioncontrol/guidelines/Isolation/index.html.
  2. European Centre for Disease Prevention and Control. Rapid risk: Carbapenem- resistant Enterobacteriaceae –first update 4 June 2018. Stockholm: ECDC; 2018. Disponível em: https://ecdc.europa.eu/en/publications-data/rapid-risk-assessment-carbapenem-resistantenterobacteriaceae-first-update.
  3. Strich JR et al. Preventing Transmission of Multidrug-Resistant Pathogens in the Intensive Care Unit. Infect Dis Clin North Am. 2017 Sep;31(3):535-550.
  4. Katchanov J et al. Carbapenem-resistant Gram-negative pathogens in a German university medical center: Prevalence, clinical implications and the role of novel β-lactam/β-lactamase inhibitor combinations. PLoS One. 2018 Apr 12;13(4): e0195757.
  5. Australian Commission Safety and Quality in Health Care. Recommendations for the control of carbapenemase-producing Enterobacteriaceae (CPE). A guide for acute care health facilities. Sydney: ACSQHC, 2017.
  6. Cai Y et al. Colistin resistance of Acinetobacter baumannii: clinical reports, mechanisms and antimicrobial strategies’ Antimicrob Chemother. 2012 Jul;67(7):1607-15.
  7. Health Research & Educational Trust (2017). Multi- Drug Resistant Organism Infection Change Package: 201 Update. Chicago, IL: Health Research & Educational Trust. Accessed at. www.hret-hiin.org.
  8. Carbapenem-resistant Enterobacteriaceae (CRE) for public health and Healthcare Providers. https://www.cdph.ca.gov/Programs/CHCQ/HAI/Pages/CRE_InfectionPreventionStrategies.aspx.
  9. Wilson AP et al. Prevention and control of multi-drug-resistant Gram-negative bacteria: recommendations from a Joint WorkingParty. J Hosp Infect. 2016 Jan;92 Suppl 1: S1-44.
  10. Magiorakos AP et al. Infection prevention and control measures and tools for the prevention of entry of carbapenem-resistant Enterobacteriaceae into healthcare settings: guidance fromthe European Centre for Disease Prevention and Control. Antimicrob Resist Infect Control. 2017 Nov 15; 6:113.
  11. Chowdhary A, et al. (2017) Candida auris: A rapidly emerging cause of hospital-acquired multi-drug-resistant fungal infections globally. PLoS Pathog 13(5): e1006290.
  12. CDC. Candida auris Clinical Update – September 2017.https://www.cdc.gov/fungal/diseases/ candidiasis/c-aurisalert-09-17.html.
  13. Ong CW.Candida auris, an emerging pathogen of concern, ACIP lecture 2017. http://2017.acipcconference.com.au/wp-content/uploads/2017/07/1245-1345-Candida-auris-talk-ACIPC-2017_chong-ong.pdf
  14. Banach DB et al. Duration of Contact Precautions for Acute-Care Settings. Infect Control Hosp Epidemiol. 2018 Feb;39(2):127-144.
  15. Bobulsky GS et al. Clostridium difficile skin contamination in patients with C. difficile-associated disease. Clin Infect Dis 2008; 46:447.
  16. Huckabee CM et al. Predicting clearance of colonization with vancomycin-resistant Enterococci and methicillin-resistant Staphylococcus aureus by use of weekly surveillance cultures. J Clin Microbiol 2009; 47:1229.
  17. Kullar R et al. Degowning the controversies of contact precautions for methicillin-resistant Staphylococcus aureus: A review. Am J Infect Control. 2016 Jan 1;44(1):97-103.
  18. Nutman Aet al. Likelihood of persistente carriage of carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii on readmission inpreviously identified carriers. Infect Control Hosp Epidemiol. 2019 Aug 5:1-3.
  19. Lemmen SW etal. Antibiotic stewardship and horizontal infection control are more effective than screening, Isolation and eradication. Infection. 2018 Oct;46(5):581-590.Review.
  20. Huang H et al. Impact of MRSA Transmission and Infection in a Neonatal Intensive Care Unit in China: A Bundle Intervention Study during 2014-2017. Biomed Res Int. 2019 Jul 10; 2019:5490413.
  21. Ma J, Dubberke E. Current management of Clostridioides (Clostridium) difficileinfection in adults: a summary of recommendations from the 2017 IDSA/SHEAclinical practice guideline. Pol Arch Intern Med. 2019 Mar 29;129(3):189-198.
  22. Du X etal. Predictors ofmortality in patients infected with carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii:A systematic review and meta-analysis. Am J Infect Control. 2019 Apr 16. pii:S0196-6553(19)30151-8.
  23. Dietl Bet al. Top-ten papers in Infection Control (2015-2017). Rev EspQuimioter. 2018 Sep;31 Suppl 1:62-65. Review.
  24. Stuart RL et al. ASID/ACIPC position statement – Infection control for patients with Clostridiumdifficile infection in healthcare facilities. Infect Dis Health. 2019Feb;24(1):32-43.
  25. Wilson AP. Screening for carbapenem-resistant organisms. J Hosp Infect. 2016 Oct;94(2):116-7.
  26. Cohen CC et al. Effectiveness of contact precautions against multi-drug-resistant organism transmission in acute care: a systematic review of the literature. J Hosp Infect. 2015 August; 90(4): 275–284.
  27. Tacconelli Eetal.European Society of Clinical Microbiology. ESCMID guidelines for the management of the infection control measures to reduce transmission ofmultidrug-resistant Gram-negative bacteria in hospitalized patients. ClinMicrobiol Infect. 2014 Jan;20 Suppl 1:1-55.
  28. Xiao G, et al. Chlorhexidine-based body washing for colonization and infection of methicillin-resistant Staphylococcus aureus and vancomycin-resistant Enterococcus: an updated meta-analysis. Infect Drug Resist. 2018; 11:1473.
  29. Gysin DV et al. ESCMID Study Group forNosocomial Infections (ESGNI). Variability in contact precautions to control the nosocomial spread of multi-drug resistant organisms in the endemic setting: amultinational cross-sectional survey. Antimicrob Resist Infect Control. 2018 Jul 9; 7:81.
  30. Lowe CF et al. Reductionin hospital-associated methicillin-resistant Staphylococcus aureus andvancomycin-resistant Enterococcus with daily chlorhexidine gluconate bathing for medical inpatients. Am J Infect Control. 2017 Mar 1;45(3):255-259.
  31. Kim HY et al. The effects of chlorhexidinegluconate bathing on health care-associated infection in intensive care units: A meta-analysis. J Crit Care. 2016 Apr; 32:126-37.
  32. Urbancic KF et al. Impact of unit-wide chlorhexidine bathing inintensive care on bloodstream infection and drug-resistant organism acquisition. Crit Care Resusc. 2018 Jun;20(2):109-116.
  33. Frost AS et al. Evidence for the effectiveness of chlorhexidine bathing and health care-associated infections among adult intensivecare patients: a trial sequential meta-analysis. BMC Infect Dis. 2018 Dec19;18(1):679.
  34. Musuuza JS et al. The impact of chlorhexidine bathing on hospital-acquired bloodstreaminfections: a systematic review and meta-analysis. BMC Infect Dis. 2019 May14;19(1):416.
  35. Huang SS et al. ABATE Infection trial team.Chlorhexidine versus routine bathing to prevent multidrug-resistant organisms andall-cause bloodstream infections in general medical and surgical units (ABATEInfection trial): a cluster-randomised trial. Lancet. 2019 Mar23;393(10177):1205-1215.
  36. Milstone AM et al. Pediatric SCRUB Trial Study Group. Daily chlorhexidine bathing to reduce bacteraemia in critically ill children: a multicentre, cluster-randomised, crossover trial. Lancet. 2013 Mar;381(9872):1099-106.
  37. Nseir Set al. Risk ofacquiring multidrug-resistant Gram-negative bacilli from prior room occupants in the intensive care unit. Clin Microbiol Infect. 2011 Aug;17(8):1201-8.
  38. Teerawattanapong N et al. Review of the Burden of Multidrug-Resistant Healthcare-Associated Infections Among Intensive Care Unit Patients in Southeast Asia: The Rise of Multidrug-Resistant Acinetobacter baumannii. Infect Control Hosp Epidemiol. 2018 May;39(5):525-533.
  39. Ketter PM et al. Acinetobacter baumannii GastrointestinalColonization Is Facilitated by Secretory IgA Which Is Reductively Dissociated by Bacterial Thioredoxin A. MBio. 2018 Jul 10;9(4). pii: e01298-18.
  40. Dalmolin TV et al. Co-occurrence of mcr-1 and blaKPC-2 in a clinical isolate of Escherichia coli in Brazil. J Antimicrob Chemother. 2017; 72:2404-6.
  41. Aires CAM et al. Emergence of plasmid-mediated mcr-1 gene in clinical KPC-2-producing Klebsiella pneumoniae ST392 in Brazil. Antimicrob Agents Chemother. 2017;61, e00317–17.
  42. Nordmann Pet al. Rapid detection of polymyxin resistance in Enterobacteriaceae. Emerg Infect Dis. 2016; 22:1038-43
  43. Liu YY et al. Emergence of plasmid-mediated colistin resistance mechanism MCR-1 in animals and human beings in China: a microbiological and molecular biological study. Lancet Infect Dis. 2016; 16:161-8.
  44. Guidelines for the prevention and control of carbapenem-resistant Enterobacteriaceae,Acinetobacter baumannii and Pseudomonas aeruginosa in health care facilities. Geneva: World Health Organization; 2017. License: CC BY-NC-SA 3.0 IGO.
  45. Tomczyk S et al. Control of Carbapenem-resistant Enterobacteriaceae, Acinetobacterbaumannii, and Pseudomonas aeruginosa in Healthcare Facilities: A SystematicReview and Reanalysis of Quasi-experimental Studies. Clin Infect Dis. 2019 Feb15;68(5):873-884.
  46. DalBen MF et al. Colonization pressure as a risk factor for colonization bymultiresistant Acinetobacter spp and carbapenem-resistant Pseudomonas aeruginosa in an intensive care unit. Clinics (Sao Paulo). 2013;68(8):1128-33.
  47. Wilson AP et al. Prevention and control ofmulti-drug-resistant Gram-negative bacteria: recommendations from a Joint WorkingParty. J Hosp Infect. 2016 Jan;92 Suppl 1: S1-44.
  48. Jeannot K et al. Resistance to polymyxins in Gram-negativeorganisms. Int J Antimicrob Agents. 2017 May;49(5):526-535.
  49. Ko KS et al. Old drug, new findings: colistin resistance and dependence of Acinetobacter baumannii.Precis Future Med. 2017;1(4):159-167.
  50. Craig R et al.Overcoming mcr-1 mediated colistin resistance with colistin in combination with other antibiotics. Nature Communications | (2018) 9:458.
  51. Poirel L et al. 2017.Polymyxins: antibacterial activity, susceptibilitytesting, and resistance mechanisms encodedby plasmids or chromosomes. Clin Microbiol Rev 30:557–596.
  52. Frost AS et al. Evidence for the effectiveness of chlorhexidine bathing and health care-associated infections among adult intensivecare patients: a trial sequential meta-analysis. BMC Infect Dis. 2018 Dec19;18(1):679.
  53. Urbancic KF et al. Impact of unit-wide chlorhexidine bathing inintensive care on bloodstream infection and drug-resistant organism acquisition. Crit Care Resusc. 2018 Jun;20(2):109-116.
  54. Ortegiani A et al. The globalchallenge of Candida auris in the intensive care unit. Crit Care. 2019 May2;23(1):150
  55. Da Silva GJ et al. Interplay between Colistin Resistance, Virulence and Fitness in Acinetobacter baumannii. Antibiotics (Basel). 2017 Nov 21;6(4).
  56. Facility Guidance for Control of Carbapenem-resistant Enterobacteriaceae (CRE). https://www.cdc.gov/hai/pdfs/cre/CRE-guidance-508.pdf.
  57. Van Duin D et al. The global epidemiology of carbapenemase-producing Enterobacteriaceae. Virulence. 2017 May 19;8(4):460-469.
  58. Gupta N et al. Carbapenem-resistant Enterobacteriaceae: epidemiology and prevention. Clin Infect Dis. 2011 Jul1;53(1):60-7.
  59. Acinetobacter baumannii: Envelope Determinants That Control Drug Resistance, Virulence and Surface Variability. https://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev-micro-020518-115714.
  60. Bassetti M et al. Treatment of Infections Due to MDR Gram-Negative Bacteria. Front Med (Lausanne). 2019 Apr 16; 6:74.
  61. Multidrug resistant organisms (MDRO) Guidelines for Control. https://www.mercyhospital.org.nz/ files/dmfile/MRSAPolicy.pdf.
  62. Enterococcal Infections. https://emedicine.medscape.com/article/216993-print.
  63. Implementing Current Breakpoints for Carbapenems and EnterobacteriaceaeYOU’RE YOUR Commercial Antimicrobial SusceptibilityTest System. Step by Step Intructions! https://www.cdph.ca.gov/Programs/CHCQ/HAI/CDPH%20Document%20Library/CDPH_CRE_WebinarJHindler_Sept2018_FINAL_ADA.pdf
  64. Monitoring Adherence to Health Care practice That Prevent Infection. Healthcares –Associated Infections (HAI) Program. https://www.cdph.ca.gov/Programs/CHCQ/HAI/Pages/Monitoring AdherenceToHCPracticesThatPreventInfection.aspx.
  65. Management of Patients with Vancomycin-resistant Enterococci (VRE) Clinical Guindeline. https://www.sahealth.sa.gov.au/wps/wcm/connect/e7b306004023a72496fcbfd30eb2c8cd/Management+of+patients+with+Vancomycinresistant+Enterococci+%28VRE%29+Clinical+Guideline_10.05.2017.pdf?MOD=AJPERES&CACHEID=ROOTWORKSPACE-e7b306004023a72496fcbfd30eb2c8cd-mN5BxUu.
  66. Toolkit for managing carbapenemase producing enterobacteriaceae (CPE) in Scottish non-acute care settings. https://www.hps.scot.nhs.uk/web-resources-container/toolkit-for-managing-carbapenemase-producing-enterobacteriaceae-cpe-in-scottish-non-acute-care-settings/.
  67. Guidance for the Empiric Selection of Antimicrobial Therapy for Inpatient Infections in Adults. http://www.ashnha.com/wp-content/uploads/2018/03/Inpatient-ASP-Guidelines-Feb-2018.pdf.
  68. Minyahil Alebachew Woldu. Klesiella pneumoniae and Its Growing Concern in Healthcare Settings.
  69. Hawkey PM et al. Treatment of infections caused by multidrug-resistant Gram-negative bacteria: report of the British Society for Antimicrobial Chemotherapy/Healthcare Infection Society/British Infection Association Joint Working Party. J Antimicrob Chemother. 2018 Mar 1;73(suppl_3):iii2-iii78.
  70. Zilahi G et al. What’s new in multidrug-resistant pathogens in the ICU? Ann Intensive Care. 2016 Dec;6(1):96. / Making Health Care Safer. Protect patients from antibiotic resistance. https://www.cdc.gov/vitalsigns/protect-patients/index.html.
  71. Multi drug Resistant Organisms (MDRO) Admision Assessment Flowcharthttps://edu.cdhb.health.nz/Hospitals-Services/Health-Professionals/CDHB-Policies/Infection-Prevention-Control-Manual/Documents/0214%20MDRO%20patient%20assessment%20flow%20chart.pdf.
  72. Grohskopf LA et al. Prevention and Control of Seasonal Influenza with Vaccines: Recommendations of the Advisory Committee on Immunization Practices-United States, 2018-19 Influenza Season. MMWR Recomm Rep. 2018 Aug 24;67(3):1-20.
  73. Uyeki TM et al. Clinical Practice Guidelines by the Infectious Diseases Society of America: 2018 Update on Diagnosis, Treatment, Chemoprophylaxis, and Institutional Outbreak Management of Seasonal Influenzae. Clin Infect Dis. 2019 Mar 5;68(6):e1-e47.
  74. Gupta N et al. Carbapenem-resistant Enterobacteriaceae: epidemiology and prevention. Clin Infect Dis. 2011 Jul 1;53(1):60-7.
  75. SHEA offers cautious guidance on easing contact precautions for drug-resistant infections. http://www.cidrap.umn.edu/news-perspective/2018/01/shea-offers-cautious-guidance-easing-contact-precautions-drug-resistant.
  76. Preventing MDRO Infections.http://www.hret-hiin.org/Resources/mdro/17/multidrug-resistant-organism-mdro-change-package.pdf.
  77. AMR CONTROL. OVERCOMING GLOBAL ANTIMICROBIAL RESISTANCE. https:/resistancecontrol.info/2017/intensive-care-units-as-epicentres-for-antimicrobial-resitance-development.
  78. Transmission of SARS-CoV-2: implications for infection Prevention precautions.Geneva: World Health Organization; Julho 2020. https://www.who.int/news-room/commentaries/detail/transmission-of-sars-cov-2-implications-for-infection-prevention-precautions
  79. Douedi S et al. Contact, and Droplet. [Updated 2020 Jul 10]. In: StatPearls [Internet]. Treasure Island (FL): StatPearls Publishing; 2020 Jan-. Available from: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK551555/
  80. Galani I et al. Outbreak of KPC-2-producing Klebsiella pneumoniae endowed with ceftazidime-avibactam resistance mediated through a VEB-1-mutant (VEB-25), Greece, September to October 2019. Euro Surveill. 2020;25(3):2000028.
  81. Poulakou G et al. Less contact isolation is more in the ICU: pro.Intensive Care Med46, 1727–1731 (2020).
  82. Chakrabarti A et al. Multidrug-resistant Candida auris: an epidemiological review. Expert Rev Anti Infect Ther. 2020 Jun;18(6):551-562.
  83. Granzotto EM et al. Depression and anxiety in hospitalized patients on contact precautions for multidrug-resistant microorganisms. Infection, Disease & Health. 2020 Aug;25(3):133-139.
  84. Marra AR et al. Discontinuing contact precautions for multidrug-resistant organisms: A systematic literature review and meta-analysis. Am J Infect Control. 2018 Mar;46(3):333-340.
  85. CARENA, Alberto A. et al. Proposal of a clinical score to stratify the risk of multidrug-resistant Gram-negative rods bacteremia in cancer patients. Braz J Infect Dis [online]. 2020, vol.24, n.1 [cited 2020-09-30], pp.34-43.
  86. O’Neill J, Chair. Tackling Drug-Resistant Infections Globally: Final Report and Recommendations. London, UK: Review on Antimicrobial Resistance; 2016; p. 1-84.
  87. Gaibani P et al. Bloodstream infection caused by KPC-producing Klebsiella pneumoniae resistant to ceftazidime/avibactam: epidemiology and genomic characterization. Clin Microbiol Infect. 2020 Apr;26(4):516.e1-516.e4.
  88. Ryan K. Shields. Emergence of Ceftazidime-Avibactam Resistance: What Have We Learned in the Past. 4 Years?FEB 18, 2019. https://www.contagionlive.com/
  89. Gaibani P et al. Bloodstream infection caused by KPC-producing Klebsiella pneumoniae resistant to ceftazidime/avibactam: epidemiology and genomic characterization. Clin Microbiol Infect. 2020 Apr;26(4):516.e1-516.e4.
  90. Nair R et al. Patient care experience with utilization of isolation precautions: systematic literature review and meta-analysis. Clin Microbiol Infect. 2020 Jun;26(6):684-695.

Jucier Hair Designer

Com mais de história 36 anos de história localizado no edifício Radio Center, o salão de beleza Jucier Hair Designer preza pelo melhor atendimento aos seus clientes, realizando serviços como :

  • Cabelo : corte, escova, progressiva, tintura e mechas;
  • Unha : pé e mão ( em conjunto);
  • Depilação : axilas, contorno cirúrgico, meia perna e perna completa;
  • Sobrancelha : design simples.‌‌


Benefício
: 20% de desconto aos colaboradores do IgesDF

Corte:
Masculino: De R$ 45,00 por R$ 36,00
Feminino: De R$ 75,00 por R$ 60,00

Escova:
Curta: De R$40,00 por R$32,00
Média: De R$ 45,00 por R$36,00
Longa: De R$55,00 por R$44,00

Químicas:
Progressiva: De R$250,00 por R$200,00
Tintura: De R$ 180,00 por R$ 144,00
Mechas: De R$ 280,00 por 224,00

Unha:
Pé e mão – De R$45,00 por R$ 40,00

Depilação :
Axilas: De R$30,00 por R$ 24,00
Contorno cirúrgico: De R$ 60,00 por R$ 48,00
Meia perna: De R$ 40,00 por R$ 32,00
Perna completa: R$50,00 por R$ 40,00

Sobrancelha :
 Design simples – De R$ 45,00 por R$36,00

Telefone: Clique aqui
Endereço: Srtvn 702 bloco p loja 109 – Asa Norte – Ed Brasilia Radio Center.